Особое место в аквариумистике занимают пресноводные и морские виды иглобрюхов. Их можно заслуженно назвать необычной разновидностью рыб, ведь природа наградила этих маленьких водных жителей удивительным способам индивидуальной защиты и агрессивным характером. Интерес к иглобрюхам лежит не только в плоскости декоративного рыбоводства, но также в плоскости научного поиска. В частности, Tetraodon nigroviridis из-за своей простого и небольшого генома является важной генетической моделью. Тем не менее, аквариумистам и исследователям доступны лишь дикие взрослые особи и мальки. Невозможность разведения в условиях неволи и, соответственно, наблюдения за естественным ходом размножения делают Tetraodon nigroviridis менее привлекательным для рыбоводства. С другой стороны, недостаток гамет, оплодотворенных икринок, развивающихся эмбрионов и других ранних этапов онтогенеза препятствует изучению генома данного вида. Данная ситуация характерна для многих пресноводных (Tetraodon nigroviridis, Tetraodon biocellatus и некоторых других) и морских иглобрюхов (Sphoeroides annulatus, Fugu niphobles и др.). В данной статье выдвигается гипотеза, относительно причин утраты репродуктивной функции одомашненными иглобрюхами.

Невозможность размножения связана с отличием условий выращивания в искусственных условиях от природных, приводящим к недоразвитию особей. Проведенные с видом Sphoeroides annulatus эксперименты показали, что одной форм дисфункции полового созревания является остановка позднего вителлогенеза, окончательного созревания ооцитов и овуляции [1].

Для исследований развития яичников каждый месяц на протяжении года бралось 2 самки Sphoeroides annulatus, выращенных в неволе. Для проведения гистологических исследований у каждой особи отбиралось 6 яичниковых образцов. С каждого среза измерялся размер и возраст 50 яйцеклеток. Анализ показал, что вителлогенез начался в марте/апреле, за 1-2 месяца до начала сезона размножения. В течение этого периода рыбки созревали до этапа 5, и редко до этапа 6 (в 18,7% случаев) вителлогенеза. В июне/июле ооциты становились атретичными, и гонады к августу/декабрю переходили в стадию покоя. Не наблюдалось ооцитов на 7 стадии развития,  и лишь немногие достигали 6 этапа. Данные результаты, вместе с данными об отсутствии нереста, показывают наступление дисфункции яичников перед завершением созревания ооцитов. Инъецирование ЛГРГ или введение EVac (этиленвинилацетат сополимер) имплантов для медленного выделения гормона приводило к возрастанию случаев нереста по сравнению с 18% у контрольной группы (вводился солевой раствор) до 82% (группы по 11 особей).

Полученные после нереста икринки имели 0,7±0,02 мм в диаметре, были прозрачными, демерсальными (располагаются на субстрате), липкими; содержали небольшие глобулы с жиром, большую желточную клетку и маленький бластодиск. Не было обнаружено значимых различий в степени оплодотворения среди икринок, которые получены от групп (по 7 особей), не обработанных ЛГРГ и групп, которым вводился гормон. Высокая степень выклева икринок наблюдалась при инкубации в камере (без протоки) с аэрацией, фильтрацией и УФ обработкой воды. Исследователи не отмечали существенных различий степени выклева икринок группы диких особей (5 рыбок) и содержащихся в неволе на протяжении года [1].

Недоразвитие половой системы также продемонстрировано с пресноводным видом Tetraodon nigroviridis, для успешного размножения которого потребовалось использовать лаваж (орошение) яичников [2]. В рамках эксперимента в яйцевод вставлялся катетер, через который по норме 3 л/г массы тела инъецировался хорулон (человеческий хорионический гонадотропин, hCG). В одном эксперименте, самка приступила к спариванию с самцом спустя 72 часа после обработки. В другом эксперименте, для пробы из самки выдавливалась икра через 36 часов после обработки. В пробе насчитывалось 3680 икринок/г , что составляло свыше 25% икринок от общей массы тела самки. На 4 день после оплодотворения во всех экспериментах наблюдался выход мальков. Лаваж яичников является простейшим способом введения гормонов для стимуляции созревания, а использование катетера упрощает процедуру определения зрелости производителя и исключает необходимость инъекции [2].

Одной из возможных причин недоразвития половой системы может являться снижение или утрата токсичности иглобрюхами после смены рациона питания в условиях неволи. Известно, что дикие особи ядовиты, благодаря специфичному рациону, содержащему тетродотоксин (у морских видов) или сакситоксины (у пресноводных). Тетродотоксин продуцируется морскими бактериями, а затем разносится разнообразными живыми организмами. Иглобрюхи получают TTX из пищи, затем при помощи специального механизма захвата токсин аккумулируется в печени и с кровотоком распространяется по коже. Сравнительно недавно при изучении диких особей Fugu rubripes, выловленных в китайском море Бохай, в яичниках, печени, кишечнике и желчном пузыре были обнаружены тетродотоксин-продуцирующие бактерии родов Bacillus (19 штаммов) и Actinomycete (1 штамм) [3]. В свою очередь, сакситоксины представляют собой нейротоксин небелковой природы, образующийся динофлагеллятами, а также цианобактериями (подробнее о токсичности представителей отряда Tetraodontiformes в статье).

Процесс накопления TTX сильно зависит от возраста и физиологического состояния иглобрюха. Адаптация к поеданию ядовитых организмов сделала их невосприимчивыми к яду и позволила сформироваться защитной системе от крупных хищников. Более того, тетрадоксин так сильно внедрился в обмен веществ рыбок, что даже участвует в передаче нервных импульсов в центральной нервной системе [4].

В ряде работ, изучающих токсичность морских [3; 5] и пресноводных [6; 7] иглобрюхов, указывается на яичники и икринки, как одни из структур с наибольшей концентрацией ядов. 

С точки зрения своих эффектов на репродуктивную функцию обнаружена активность TTX как феромона для приманивания самцов во время нереста. В исследованиях, проведенных на Fugu niphobles, продемонстрирована продукция и выделение в TTX через желточную мембрану овулируемых яйцеклеток, который приманивает самца (но не самок), что повышает шансы на оплодотворение [8].

В контексте данного вопроса важно подчеркнуть, что наибольший уровень тетродотоксина у морских видов иглобрюхов наблюдается у самок в период размножения [9].

——

1. N. J. Duncan, N. Garcia-Aguilar, G. Rodrigues-M De O., M. Bernadet, C. Martinez-Chavez, C. Komar, P. Estañol, A. Garcia-Asca. Reproductive biology of captive bullseye puffer (Sphoeroides annulatus), LHRHa induced spawning and egg quality // Fish Physiology and Biochemistry, 28 (1-4), 505-506, 2003.

2. Watson C.A., Hill J.E., Graves J.S., Wood A. L., Kilgore  K.H. Use of a novel induced spawning technique for the first reported captive spawning of Tetraodon nigroviridis. // Marine Genomics, Volume: 2, Issue: 2, Publisher: Elsevier B.V., Pages: 143-146. 2009.

3. Wu Z, Yang Y, Xie L, Xia G, Hu J, Wang S, Zhang R. Toxicity and distribution of tetrodotoxin-producing bacteria in puffer fish Fugu rubripes collected from the Bohai Sea of China. Toxicon. 46 (4) : 471–476. 2005.

4. Osamu Arakawa, Deng-Fwu Hwang, Shigeto Taniyama and Tomohiro Takatani. Toxins of Pufferfish That Cause Human Intoxications. // Coastal Environmental and Ecosystem Issues of the East China Sea, 2010, pp. 227–244.

5. Mahmud Y, Tanu MB, Takatani T, Asayama E, Arakawa O, Noguchi T. Chelonodon patoca, a highly toxic marine puffer in Japan. Journal of Natural Toxins. 10 (1) :69-74. 2001

6. Kodama M, Ogata T. Toxicity of the freshwater puffer Tetraodon leirus. Bull. Japan. Soc. Sci. Fish. 50 : (1949-1951). 1984.

7. Saitanu K, Laobhripatr S, Limpakarnjanarat K, Sangwanloy O, Sudhasaneya S, Anuchatvorakul B, Leelasitorn S. Toxicity of the freshwater puffer fish Tetraodon fangi and T. palembangensis from Thailand.// Toxicon. 1991; 29 (7) : 895-7.

8. Zhiguo Chu and Suzanne M. Moenter. Physiologic Regulation of a Tetrodotoxin-Sensitive Sodium Influx That Mediates a Slow Afterdepolarization Potential in Gonadotropin-Releasing Hormone Neurons: Possible Implications for the Central Regulation of Fertility // The Journal of Neuroscience, 26(46) : 11961–11973. 2006.

9. Sobel  J., Painter  J. Illnesses Caused by Marine Toxins // Clin Infect Dis. (2005) 41 (9): 1290-1296.